PATROCINATO  ItPA e DSM

Programma

Lunedì 11 Aprile 2011

09:00 Arrivo e registrazione partecipanti.

10:00 Saluti di benvenuto e presentazione della scuola.

Moderatore: Lello Zolla

10:15 Piergiorgio. Righetti (Politecnico di Milano).

The proteome buccaneers: a 10-year report on serum biomarkers

11:15 Gianluca Giorgi (Università di Siena).

Introduzione alla spettrometria di massa

12:00 Pietro Traldi (ISTM-Cnr Padova).

Le tecniche di ionizzazione soft: electrospray (ESI) e MALDI

13:00 Lunch.

Moderatore: Pier Giorgio Righetti

14:45 Gianluca Giorgi

Analizzatori (I): separazione degli ioni nello spazio. Risoluzione.

15:45 Pietro Traldi (ISTM-Cnr Padova).

Analizzatori (II): separazione degli ioni nel tempo. Trappole ioniche, Orbitrap, FT-ICR

16:45 Break.

Moderatore: Massimo Castagnola.

17:00 Gianluca Giorgi (Università di Siena).

La spettrometria di massa tandem: attivazione collisionale, interazioni con elettroni.

18:30 fine sessione

Martedì 12 Aprile 2011

Moderatore: Rocco Savino

09:00 Fulvio Magni (Università degli Studi di Milano "Bicocca").

Sequenziamento in MS/MS.

10:15 Angela Bachi (San Raffaele Istituto Scientifico ).

Modificazioni post-traduzionali

11:30 Break

11:50 Giovanni Sindona

Quantificazione per proteine in spettrometria di massa ( ICAT, iTRAQ, SILAC).

13:00 Lunch.

Moderatore: Angela Bachi.

14:45 Veronica Mainini (Università degli Studi di Milano "Bicocca").

Imaging-profiling con spettrometria di massa.

15:45 Piero Pucci

Proteomica funzionale.

16:45 Break

Moderatore: Gianluca Giorgi

17:00 Andrea Urbani (Università Roma “Tor Vergata”).

Proteomica clinica

18:00 Andrea Scaloni (ISPAAM CNR Napoli).

Redox Proteomics.

19:00 fine sessione

Corso Pratico

Le sessioni di esercitazione pratica daranno la possibilità a tutti i partecipanti di approfondire gli aspetti legati alla preparazione del campione per le specifiche applicazioni sopraindicate; verranno illustrati i protocolli più comunemente utilizzati e gli step necessari per impostare una corretta acquisizione dei dati. Inoltre ogni partecipante avrà la possibilità di gestire in autonomia e con la guida di specialisti i dati acquisiti, dal processamento all’interpretazione e corretta valutazione degli stessi.

MERCOLEDI 13.04.2011 pomeriggio Corso pratico

Esercitazioni pratiche sui dati orbitrap

14:30 Massimo Castagnola (Università Cattolica del Sacro Cuore).

17:30 Pierre-Olivier Schimt (Bruker Daltonics) Label-Free Proteomics: A Versatile Tool for Differential Proteome Analysis

GIOVEDI 14.04.2011 (esercitazione pratica a scelta)

1) Sessione pratica ETD e ETD/PTR-TRAP:

ore 9.00 Introduzione alla tecnica di Frammentazione ETD e ETD/PTR

ore 10.00 Tuning nCI: Impostazione parametri fondamentali per ottimizzazione performance strumentali per frammentazioni CID-ETD

Ore 11.00 Analisi metodi di acquisizione:

Proteomics, AutoMSMS (CID only).m

Proteomics, AutoMSMS (ETD only).m

Proteomics, AutoMSMS (Alternating Spectra CID-ETD).m

Proteomics, Neutral Loss ETD (ETD only).m

Proteomics, Neutral Loss ETD ( CID and ETD).m

ore 12:00 Acquisizione LC/MS/MS ETD-CID dati

ore 15.00 Processamento SW dei dati via DataAnalysis 4.0 e Biotools 3.2 per analisi PTM

ore 18.00 fine dei lavori

2) Sessione pratica MALDI Imaging:

ore 9.00 Introduzione alla tecnica MALDI Imaging – protocolli di preparazione e materiale necessario

ore 10.30 Taglio della fettina di tessuto e protocollo di preparazione sulvetrino(lavaggi/teaching points e acquisizione dell’immagine ottica)

ore 14.30 Deposizione della matrice

ore 16.00 Set up della sequenza di acquisizione dei dati MALDI Imaging con il software flexImaging

ore 18.00 fine dei lavori

Overnight: acquisizione dei dati

3) Sessione pratica Biochimica Clinica e Metabolomica:

ore 9.00 Corso Teorico Pratico UHPLC Analisi di una miscela di AA mediante HPLC standard e rapido.

Francesco Gasparrini (Università degli Studi la Sapienza di Roma) introduzione HPLC: State of the Art in the Stationary Phases Portfolio for Ultra-High-Performance Liquid Chromatography: Kinetics and Thermodynamic Aspects

Descrizione della Strumentazione

Utilizzo del campionatore automatico per derivatizzazione pre colonna

Programmazione della corsa cromatografica

Analisi in condizioni standard

Velocizzazione del metodo su colonna ad alta efficienza

Lavorare in condizioni UHPLC

Risultati

VENERDI 15.04.2011 mattina Corso pratico

1) Sessione pratica ETD e ETD/PTR-TRAP:

ore 9.00 Tuning nCI: Impostazione parametri fondamentali per ottimizzazione performance

strumentali per frammentazioni ETD/PTR

ore 10.00 TDS via PTR Fragmentation: infusione e frammentazione di proteine intatte

ore 12.00 Data processing via Biotools 3.2

ore 13.00 Fine Lavori

2) Sessione pratica MALDI Imaging:

ore 9.00 Introduzione alla gestione ed interpretazione dei dati acquisiti

ore 10.00 gestione, processamento ed interpretazione in autonomia dei dati acquisiti

ore 13.00 fine dei lavori

3) Sessione pratica Biochimica Clinica e Metabolomica:

Gestione dati cromatografici

Criteri di validazione secondo norme ICH

COSTI:
Corso teorico: comprensivo di vitto-alloggio (due notti – 11 e 12 Aprile - e 4 pasti), visita guidata, materiale didattico, servizio navetta Orte -Vitorchiano 350 euro

Corso pratico: comprensivo di vitto alloggio (due notti – 13 e 14 Aprile - e 4 pranzi), visita guidata, servizio navetta e materiale didattico 500 euro

Pacchetto completo: per coloro che intendono partecipare sia al corso teorico che pratico il costo sarà di 700 euro (4 notti – dall’11 al 14 Aprile, pensione completa).

Per garantire l’accesso diretto alla strumentazione, il corso pratico sarà a numero chiuso. Verranno prese in considerazione le prime 20-25 iscrizioni così da ottenere al massimo gruppi di 4 o massimo 5 persone in ognuna delle 3 esercitazioni a scelta del giovedì 14.